Техника биологической пробы

Эта концентрация может быть произвольной. Если суспензию предполагается хранить, то рекомендуется готовить ее в 20% концентрации (по весу). Умножив величину, соответствующую весу ткани в граммах, на 4, получим число миллилитров суспензионной среды. Если же хранить суспензию не предполагается и она предназначается непосредственно для иитрацеребрального заражения, то следует отдать предпочтение 10% суспензии, которую готовят либо из 20% суспензии путем добавления равного объема суспензионной среды, либо по следующему расчету: число, соответствующее весу ткани в граммах, умножают на 9 и получают необходимое количество среды в миллилитрах.

В отдельных редких случаях при попытках выделить некоторые штаммы уличного вируса бешенства приходится сталкиваться с явлением «самостерилизующейся нейроинфекции». В подобных случаях рекомендуется развести суспензию так, чтобы концентрация ее была менее 10%.

Центрифугирование и фильтрование

При наличии соответствующего оборудования рекомендуется

подвергнуть суспензию центрифугированию В течение 5 минут при 1000 об/мин для осаждения крупных частиц. Однако, если в лаборатории нет центрифуги, можно обойтись и без этой процедуры. Суспензию ткани слюнной железы (если ее не подвергали центрифугированию) необходимо профильтровать через один или два слоя стерильной марли, чтобы предупредить возможную гибель животного от травмы.

Заражение мышей

Выбор шприца

Рекомендуется пользоваться шприцем, позволяющим точно отмерить 0,03 мл (однократная мышиная доза). Наиболее пригодны для этого туберкулиновые шприцы на 0,25, 1,2 и 1 мл. Для интрацоребралыюй инокуляции необходимы иглы № 27 или 26 (0,40-0,45 мм) длиной 1 -1,5 см. Иглы большего диаметра могут привести к повреждению ткани мозга.

Наркоз

Настоятельно рекомендуется наркотизировать мышей перед инокуляцией. Лучше всего производить инокуляцию под эфирным наркозом. Для этой цели можно пользоваться сосудом с проволочным дном (рис. 35). Если такого приспособления в лаборатории нет, можно вызвать наркоз инъекцией пентабарбитала натрия. Рабочий стол, на котором производят инокуляцию, надо отодвинуть от стены так, чтобы помощник, наркотизирующий мышей, находился напротив сотрудника, производящего инокуляцию.

Методика инокуляции

Для инокуляции можно пользоваться различными методами. Автор данной главы предпочитает следующий (наиболее удобный для всех, работающих правой рукой).

Наркотизированную мышь укладывают на левый бок, задними конечностями в сторону лица, производящего инокуляцию. Большой палец левой руки поддерживает нижнюю челюсть животного, а указательный лежит позади черепа. Не следует сильно надавливать пальцами, чтобы не вызвать асфиксию и гибель животного. Взяв в правую руку шприц, придают ему горизонтальное положение, параллельно поверхности стола и перпендикулярно голове мыши, направляя иглу к себе. Быстрым движением прокалывают иглой череп животного в точке, находящейся в вершине воображаемого угла, образованного линиями, идущими от правого уха и правого глаза животного. Игла легко проникает через кость и погружается далее на 0,1-0,2 см в ткань мозга. При пользовании иглой длиной 1,5 см следует соблюдать осторожность, чтобы не провести ее слишком далеко и не попасть в область основания черепа. Продвинув пор-ПНЧ11, до 0,03, осторожно извлекают иглу. После заражения мышь надо отодвигать влево, чтобы случайно не задеть иглой палец.